GARDNERELLA VAGINALIS

Résumé

Le genre Gardenerella comprend une seule espèce Gardnerella
vaginalis. La position taxonomique de cette espèce a été pendant
longtemps controversée. La bactérie a été décrite pour la première
fois en 1953 par Leopold. Classée au départ dans le « groupe »
des Haemophilus (Gardner et Dukes, 1955), bien que ne présentant pas d’exigences en facteurs X et/ou V (Park et al., 1968), la
bactérie fut ensuite placée parmi les corynébactéries et le nom
de Corynebacterium vaginale Zinneman et Turner (1963) ; la
composition de la paroi de cette bactérie présente effectivement
des similitudes avec celle des bactéries à Gram positif en ce qui
concerne la composition en acides aminés et hydrates de carbone
(Reyn et al., 1966 ; Greenwood et Pickett, 1980 ; Piot, 1980 et
1982), alors que la constitution lipopolysaccharidique est celle
– caractéristique – des bacilles à Gram négatif (Harper et Davis,
1982 ; Spiegel, 1990). Les genres Lactobacillus, Bifidobacterium
et Propionibacterium avaient également été proposés en leur temps
comme groupes génériques (Greenwood et Pickett, 1986), mais
Gardnerella s’en distingue par le métabolite terminal principal
de sa fermentation constitué d’acide acétique alors que chez
les genres cités, on retrouve principalement de l’acide lactique
(Lactobacillus), butyrique (Bifidobacterium) ou propionique
(Propionibacterium) (Moss et Dunkelberg, 1969).
Cette bactérie fut finalement classée en 1980 dans un genre
nouveau, le genre Gardnerella (Greenwood et Pickett, 1980 et
1986) (genre créé en hommage à H.L. Gardner qui consacra des
études approfondies à cette bactérie). Ce germe n’est actuellement affecté à aucune famille bactérienne et ne comprend qu’une
espèce : Gardnerella vaginalis. La souche-type est la souche ATCC
14018T (= souche 594 de Gardner et Dukes = NCTC 10287T).
La classification phylogénétique de G. vaginalis, basée sur
l’étude des séquences de l’ARN 16 S a cependant permis de montrer une proximité phylogénétique entre Gardnerella vaginalis et
les bactéries du genre Bifidobacterium (Olsen et al., 1994). Les
séquences de l’ARN 16 S de Gardnerella vaginalis et de plusieurs
souches de Bifidobacterium présentent 92 à 94 % d’homologie
(Leblond-Bourget et al., 1996). De plus, la découverte de la
fructose-6-phosphate phosphocétolase (enzyme caractéristique
des bifidobactéries) tend également à rapprocher Gardnerella
vaginalis du genre Bifidobacterium. Sur ces arguments, Embley
et Stackebrandt (1994) proposent que Gardnerella soit reclassée dans le genre Bifidobacterium. Dans la neuvième édition
du Manual of Clinical Microbiology (Funke G et al., 2007)
G.vaginalis apparait en appendice dans le chapître des bactéries
corynéformes gram positif. Enfin dansle Bergey’s manual 2005
Gardnerella vaginalis est classé dans le phylum des Actinobacteria,
classe des Actinobacteria ordre des bifidobacteriales, famille des
Bifidobacteriaceae.
Gardnerella vaginalis est constituée de bactéries se présentant
sous forme de petits bacilles de 1 à 2,5 μm de long sur 0,3 à 0,5
μm de diamètre, plésiomorphes (coccobacilles à Gram négatif ou
à Gram variable), immobiles, dépourvus d’endospores, de flagelles
et de capsules, isolés habituellement des leucorrhées au cours
de vaginoses. La micromorphologie et la réaction au Gram des
Gardnerella sont en fait influencées par l’état physiologique des
bactéries; variable dans les prélèvements vaginaux, coccobacillaire
à Gram négatif sur de nombreux milieux nutritifs, Gardnerella
prend un aspect polymorphe à Gram changeant sur les milieux
contenant de l’amidon (Catlin, 1992).
G. vaginalis est une espèce aéro-anaérobie, mais nécessite
en aérobiose la présence de 5 à 10 % de CO2
, une atmosphère
microaérophile ainsi que de l’humidité. Cette bactérie ne possède
pas d’activité catalasique et le test du cytochrome oxydase est
négatif. Le CG % de son ADN est compris entre 42 et 44 moles %.
G. vaginalis ne cultive pas sur gélose ordinaire ou gélose trypticase soja et requiert pour sa croissance de nombreux facteurs :
biotine, acide folique, niacine, thiamine, riboflavine, et certaines
bases puriques (Dunkelberg et McVeigh, 1969). Le pH optimal de
croissance est compris entre 6 et 7 et il n’y a plus de croissance si
le pH est inférieur à 4 (Piot, 1991). La température optimale de la
croissance se situe entre 35 et 37 °C ; une croissance est cependant toujours possible entre 25 et 42 °C. Les colonies présentent
une β-hémolyse quand les cultures sont effectuées sur milieux
contenant du sang humain ou de lapin, mais sur gélose au sang de
mouton ou de cheva